Geochemical Transactions, 2006; 7: 8-8 (más artículos en esta revista)

El efecto de los lípidos adsorbido sobre la oxidación de pirita en virtud de condiciones bióticas

BioMed Central
Junio Hao (harryhao@temple.edu) [1], Curtis Cleveland (cclev@temple.edu) [1], Eelin Lim (eelin@temple.edu) [2], Daniel R Strongin (dstrongi@temple.edu) [ 1], Martin Schoonen AA (martin.schoonen @ sunysb.edu) [3]
[1] Departamento de Química, Universidad de Temple, Filadelfia, PA 19122, EE.UU.
[2] Departamento de Biología, Universidad de Temple, Filadelfia, PA 19122, EE.UU.
[3] Centro de Ciencias Ambientales Molecular, Universidad de Stony Brook, Stony Brook, NY 11794-2100, EE.UU.

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Resumen

La bacteria chemolithoautotrophic, Acidithiobacillus ferrooxidans, comúnmente ocurre en el drenaje ácido de minas (AMD) entornos en los que es responsable de catalizar la oxidación de la pirita y el desarrollo concomitante de ácido. Esta informes de investigación sobre el crecimiento de esta especie bacteriana en la superficie de pirita y en la fase acuosa a un pH cercano a 2, así como el papel de los lípidos adsorbido en la prevención de pirita disolución. Tanto el ácido lavado de pirita y ácido-lavado de pirita revestido con los lípidos fueron utilizados como sustratos en los estudios. La elección de los lípidos, 1,2-bis (10,12-tricosadiynoyl) - sn-Glycero-3-Phosphocholine lípidos (23:2 Diyne PC), un phosphocholine lípidos, se basó en trabajos anteriores que demostraban que esta inhibe la lipídico abióticos tasa de oxidación de pirita. Microscopía de fuerza atómica demostró que en las condiciones experimentales utilizadas en este estudio, los lípidos formado ~ 4-20 nm capas minerales en la superficie. Superficie determinada en gran medida de lípidos suprime el proceso de oxidación catalizadas por A. ferrooxidans. Esta represión continuó durante la duración de los experimentos (25 días máximo). Análisis de la población bacteriana en la superficie de pirita y en solución en el transcurso de los experimentos sugirió que la pirita de oxidación depende en gran parte de la fracción de bacterias obligado a la superficie de pirita.

Fondo

Es bien sabido que varias especies de prokaryotes son capaces de catalizar la oxidación de la pirita y desempeñar un papel importante en el desarrollo del drenaje ácido de minas (AMD), un grave problema ambiental. Acidithiobacillus ferrooxidans, por ejemplo, utilizar reducido Fe 2 + AMD en entornos como donante de electrones para la producción de energía a bajo pH [1]. Debido a la importancia de los microbios en la química de estos entornos, una cantidad significativa de las actividades de investigación se ha centrado en la comprensión del papel de los microbios en la oxidación de azufre-teniendo minerales como pirita [2 - 11]. Con respecto a microbiana inducida por la oxidación de pirita es el consenso general de que estos microorganismos ejercen sus efectos sobre la disolución de pirita en gran medida por el aumento de la cantidad de Fe 3 + reactante [es decir, convertir Fe 2 + a Fe 3 +], que aumenta la tasa de oxidación de pirita [3, 12, 13]. Uno de los objetivos de nuestra investigación era construir en esta investigación y antes de ampliar nuestra comprensión de microbiana acelerada oxidación de pirita a las superficies de haber adsorbido capas orgánicas. Con respecto a este último punto, la inhibición de la oxidación de pirita utilizando lípidos tener dos colas hidrofóbicas (por cabeza polar) se ha estudiado como una estrategia de reducción de AMD [14 - 16]. Sin embargo, los lípidos inducida por la inhibición de la oxidación de pirita en presencia de microbios pertinentes para AMD no ha sido investigada. Con este fin, los experimentos aquí presentados fueron diseñados para investigar el efecto de A. ferrooxidans microorganismos en la oxidación de pirita en presencia y en ausencia de lípidos capa adsorbida a una solución de pH cerca de 2.

Nuestros estudios muestran que la superficie determinada de lípidos inhiben la oxidación de pirita, incluso en presencia de bacterias. Las capas de lípidos que suprimen la oxidación limitar la colonización de la bacteria en la pirita, en comparación con los lípidos de muestras gratuitas. Este efecto se observó durante toda la duración del experimento (unos 25 días en todos los casos). Por lo tanto, en presencia de A. ferrooxidans la capa de lípidos permanece en el tacto, por lo menos 25 días y probablemente mucho más tiempo. Por otra parte, nuestro estudio apoya la idea de que la tasa de oxidación de pirita proceso es significativamente controlados por las bacterias que colonizan la superficie de pirita.

Métodos experimentales

Pirita pretratamiento seguido los protocolos, descrito en trabajos anteriores, [15] para generar limpio pirita (~ 10 μ m de diámetro promedio) en polvo con una superficie de 0,75 m 2 / g. En resumen, pirita muestras fueron triturados y posteriormente lavados utilizando ácido 0,1 M HCl. Ácido lavado de la pirita se llevó a cabo por los que fluye el pH de 2 deoxygenated agua sobre el polvo mineral [14].

Un cultivo puro de A. ferrooxidans (CIAT 23270) se obtuvo de la American Type Culture Collection (Manassas, VA). La cultura se cultivan y mantienen de ATCC # 2039 caldo de lo sugerido por el proveedor. En pocas palabras, el medio se componía de dos por separado las soluciones preparadas: Solución A figuran 0,8 g (NH 4) 2 SO 4, 2,0 g MgSO 4 7H 2 O, 0,4 g de K 2 HPO 4, 5,0 mL Wolfe Solución de minerales, y 800 mL destilada agua, ajustada a pH 2,3 con H 2 SO 4 y, a continuación, filtro-esterilizados. Solución B figuran 20,0 g FeSO 4 7H 2 O y 200,0 ml de agua destilada, que fue esterilizada por filtración y luego se mezcla con una solución (arriba) para producir el medio completo. Culturas (9 ml) para los experimentos se firme crecido utilizando 100 ml del medio en 250 ml frascos erlenmeyer (en autoclave a 126 ° C y 20 psi de 0,5 horas antes de su uso) a 25 ° C. Los cultivos fueron con tapón de lana de nylon envuelto con papel de aluminio.

Para los experimentos, A. ferrooxidans fue aumentado a comienzos de la fase estacionaria del crecimiento y la cosecha de una serie de filtraciones. En primer lugar, las bacterias fueron separados de material particulado, que son presumiblemente las partículas de hidróxido de hierro en los medios de comunicación, por filtración a través de un 5 - μ m de tamaño de poro de filtros de policarbonato (Millipore ™). En segundo lugar, las bacterias en el filtrado, se recogieron en un 0,2 μ m de policarbonato filtro de filtración al vacío y resuspendido en agua estéril [pH 2,3] por agitación. La cantidad de nutrientes en esta suspensión celular (prorrogados de la cultura) fue del 1% de la concentración original. Esta baja concentración de nutrientes es necesario para minimizar el impacto de acuosa de fosfato en la oxidación de pirita [17]. Sin embargo, la concentración de nutrientes presentes fue suficiente para apoyar el crecimiento de las bacterias en presencia de pirita.

Lipídico soluciones fueron preparadas por las técnicas descritas en otras partes [14]. En el estudio actual, 0,1 g de ácido lavado de pirita se añadió a la solución de lípidos (20 ml). La solución de lípidos contenidas 7,5 μ mol de 23:2 Diyne PC lípidos (Avanti Polar Lipids), que tiene la siguiente estructura:

Esta concentración de lípidos fue elegido sobre la base del estado de la investigación en nuestro laboratorio, y es suficiente para cubrir la mayor parte de la pirita de superficie [14]. Después de 1 hora de la mezcla, la pirita purines se permitió a resolver y el sobrenadante, que contiene lípidos libres, posteriormente fue eliminado por decantación. La fracción restante de los lípidos recubiertos de pirita purines se utilizan en los experimentos.

El experimento se realizó en dos fechas (de aquí en adelante denominado el Experimento 1 y 2). Las condiciones experimentales, los tratamientos y análisis para ambos experimentos eran idénticos, con la excepción de las densidades a partir de bacterias (ver más abajo). Los tratamientos consistieron en lo siguiente: 1) pirita, 2) recubiertas de lípidos pirita, 3) pirita + bacterias, 4) recubiertas de lípidos pirita + bacterias. Todos los tratamientos fueron preparados por duplicado, en agua destilada (pH 2.0) para un volumen total de 50 ml. Los tratamientos con pirita contenida 0,1 g de pirita. Aproximadamente la misma cantidad de pirita estaba presente en la pirita / lípidos tratamientos (ver preparación de los lípidos recubiertos de pirita purines se ha descrito anteriormente). La densidad final de A. ferrooxidans en los tratamientos con bacterias fue de aproximadamente 3,3 × 10 7 células / ml para el Experimento 1 y 1,7 × 10 7 células / ml para el Experimento 2. Cada mezcla de tratamiento se agita continuamente (con un revolver recubierto de teflón bar) a lo largo del experimento, que duró un máximo de 25 días. Alícuotas (1 ml) fueron retiradas cada 2-3 días para el análisis de células y conservados en formaldehído del 3,7%. Además, 0,1 ml alícuotas fueron retiradas para determinar la concentración de hierro en solución, que fue utilizado como una reacción progreso variable. Total de hierro solución determinaciones de concentración (incluidas las ferrosos y hierro férrico) fueron determinados por espectrofotometría utilizando la técnica de ferrozine (UV método 8008). Dado que esta técnica es intrínsecamente sensibles a la concentración de hierro, ácido ascórbico se añadió a la solución antes del análisis para la reducción de los férrico a ferroso. Todas las partes alícuotas de la muestra para la prueba ferrozine fueron filtradas a través de un 0,2 μ m de policarbonato filtro antes de su análisis. El pH de la solución mediciones se llevaron a cabo con un nivel PHM82 metros con una resolución de 0,01 unidades de pH.

La enumeración de las densidades de células bacterianas en la solución de pirita y en polvo se realizaron por microscopía epifluorescente después de la tinción con el fluorocromo colorante, de color naranja de acridina (AO) [18, 19]. En pocas palabras, conservas de muestras de agua se filtra a vacío-0,2 μ m de tamaño de poro-ennegrecido filtros de policarbonato (Nuclepore) y las células recogidas por el filtro se colorearon con AO a una concentración final de 0,01% durante 3 min. El volumen de la muestra filtrada para celular fue elegida de tal forma que la capa de partículas de pirita que el acumulado en el filtro no oscurecer la bacteria. Las células fueron observadas y contó con un microscopio Zeiss estándar equipados para microscopía epifluorescente. Filtrar conjuntos utilizados para AO fluorescencia observaciones son las siguientes: un BP450-490 excitador de filtro, y FT510 cromática haz separador, y un filtro barrera LP520. Para cada muestra, el número de bacterias en 10 a 15 campos seleccionados en forma aleatoria, distribuidas en el filtro (o aproximadamente 300 a 600 células en total por filtro) se había contado. Para determinar el número de células obligado a pirita, alícuotas de 0,1 ml (volumen total inicial era de 50 ml) de las bacterias / pirita soluciones se recogieron en un 5 μ m de filtros de membrana de policarbonato (Millipore). Las partículas son posteriormente lavados a fin de que las bacterias en cualquier solución que pase por el filtro. La densidad de células en el resto de material particulado en el filtro continuación se determinó utilizando el método de tinción se ha descrito anteriormente.

Las superficies de AFM se prepararon cubos de pirita (Navajun, España) obtenidos a partir de Ward de Ciencias Naturales. El crecimiento se redujeron las superficies de los cubos y posteriormente fueron pulidas. Antes de un experimento, las muestras fueron expuestas a pH 2 agua (además de HCl) para eliminar las capas oxidadas antes de exponer a los lípidos solución. Para preparar los lípidos y las muestras de pirita pirita de plaquetas fue sumergido en la solución de lípidos en una orientación vertical (a través de un borde de ataque). La muestra fue inmediatamente retirado, lavado con agua de pH 2 para eliminar cualquier vagamente vinculados lípidos, y luego de nuevo a pH 2 agua para imágenes con una PicoSPM II (Molecular Imaging) microscopio. Las sondas utilizadas en todas las mediciones de AFM [NSC15, μ Masch] tuvo una primavera constante nominal de 40 N / m y una resonancia frecuencia de 325 kHz.

Resultados y discusión

Se acepta en general que tanto la disolución de oxígeno molecular y acuosa Fe 3 + desempeñar un papel en la oxidación de pirita [12, 20]. En general, compuesto por las reacciones de oxidación de pirita en presencia de estos dos agentes oxidantes puede expresarse como sigue:

FeS 2 + (7 / 2) O 2 + H 2 O → Fe 2 + + 2SO 4 2 - + 2H + (1)

FeS 2 + 14Fe 3 + + 8H 2 O → 15Fe 2 + + 2 SO 4 2 - + 16H + (2)

Antes de estudios de oxidación de pirita han demostrado que Fe (III) es un oxidante más agresivo de la pirita que la superficie molecular de oxígeno disuelto [21, 22]. Bajo condiciones estrictamente abióticos, sin embargo, la concentración de Fe 3 + en solución es relativamente baja, debido a la lenta cinética de oxidación asociados a la conversión de Fe 2 + producto [véase Eqn. (1)] a Fe 3 + de O 2 disuelto. Por consiguiente, la contribución de eqn. (2) a la oxidación de pirita en condiciones abióticas está limitado por la tasa de oxidación de hierro ferroso, que es baja en soluciones de pH 2 [21]. Es precisamente esta abióticos lento paso de oxidación que es catalizado por los microbios, como A. ferrooxidans. La posterior oxidación del mineral acuoso de la Fe 3 + se conoce como la "indirecta" mecanismo de oxidación de pirita [20]. Este mecanismo se contrapone a la "directa" mecanismo, que implica la oxidación de la pirita de superficie colonizada bacterias (ya sea enzimática o no enzimática medios) [8, 20].

Los datos dibujan en la Figura 1 muestra la influencia de las bacterias en la tasa de oxidación de pirita. Se incluyen en esta cifra están los experimentos con y sin lípidos. En todos estos experimentos, el total de hierro disuelto se utiliza como variable de los progresos, lo cual es apropiado para estas condiciones debido a que la concentración de ambos ferrosos y hierro férrico no está limitado por la precipitación de un óxido de hierro a la baja el pH de la solución mantenida en estos experimentos [ 23].

Existen al menos tres observaciones importantes que se pueden hacer. En primer lugar, la tasa de oxidación es el más alto de experimentos en los cuales pirita sin un tratamiento previo de lípidos está expuesta a A. ferrooxidans. En segundo lugar, si la pirita se encuentra expuesta a los lípidos, antes de la exposición a las bacterias, hay una disminución significativa en la cantidad de oxidación de pirita. En concreto, durante el último período de 10 días (si la solución es apoyar el crecimiento constante de las bacterias; véase más adelante) del experimento, es> 4 veces la disminución en la tasa de oxidación de pirita, cuando tiene una capa de lípidos adsorbido. En tercer lugar, mientras que los lípidos suprime la cantidad de bacterias inducida por la oxidación de pirita, la tasa de oxidación en presencia de microbios es más alta que en ausencia de microbios. Por lo tanto, la presencia de los lípidos en la superficie de pirita no suprimir totalmente la influencia de las bacterias. Por ejemplo, durante el último período de 10 días, la cantidad de oxidación asociado con la bacteria / lípidos / pirita sistema es un factor de tres superior a la tasa de oxidación asociados a la abióticos lípidos / pirita sistema, y es muy similar ( dentro del error experimental) a la tasa de oxidación asociado con pirita sin tratar en el pH del agua 2 (es decir, no las bacterias o los lípidos).

Un resumen de estos datos, incluida la cantidad de represión expuestos por la capa de lípidos en los últimos 10 días de cada experimental realizada en el bióticos y abióticos entornos figuran en el cuadro 1. Los precios medidos en este estudio de 2,1 × 10 -9 y 1,62 × 10 -8 mol / m 2-s a pH 2 para el bióticos y abióticos circunstancia, respectivamente, están en acuerdo razonable con estudios previos que investigó la oxidación de la pirita en la presencia de A. ferrooxidans. Las diferencias en el pH, densidad celular, minerales superficie, y el crecimiento de los medios de comunicación entre todos los estudios conducen a la variabilidad en la medición de abióticas y bióticas tasas. Estudios previos sobre el tema de Olson, por ejemplo, medido bióticos y abióticos de oxidación de las tasas de ~ 2 × 10 -9 y ~ 9 × 10 -8 mol / m 2-s, respectivamente, a un pH cercano a 2, [24] mientras que un estudio reciente similar a un pH mide la bióticos tipo de 7 × 10 -10 mol / m 2-s [13]. Hacemos hincapié en que, si bien nuestra tasa de medirse dentro de la propagación asociadas con estudios previos, tal vez más importante para este estudio es que la tasa de oxidación de pirita en la presencia de bacterias que pueden ser significativamente cuando phosphochloine lípidos es adsorbido en pirita (una tasa de disminución 1,62 × 10 -8 a 3,1 × 10 -9 mol / m 2-s).

Con el fin de comprender el papel de las bacterias en la promoción de la oxidación de pirita en los sistemas de tratados con los lípidos es útil para analizar la distribución de bacterias entre los minerales y la fase de solución. Como un primer paso para este análisis es necesario para confirmar que las células medida por microscopía como está obligado a la superficie son, en realidad, verdaderamente mineral determinado y no de una capa superficial de bacterias que los resultados de la preparación de las muestras. Epifluorescencia imágenes de la bacteria / muestras de pirita de ilustrar estas diferencias bacteriana en archivo adjunto (Figura 2]. Imágenes 2a y 2b comparar las bacterias / pirita y bacterias / lípidos / muestras de pirita, respectivamente, después de las muestras fueron expuestas a condiciones oxidantes en la solución durante 10 días. Las partículas de pirita no son visibles con microscopio epifluorescente (porque el fluorocromo tintes utilizados para la tinción de células específicamente se unen a las proteínas y / o ADN), y las bacterias que se adjuntan a la pirita son visibles como microcolonies (agregados de células). Esta observación es común visualizar cuando la superficie determinada en células orgánicas o inorgánicas partículas por microscopía epifluorescente. Tal microcolonies de la superficie determinada de bacterias eran abundantes en la pirita / bacterias muestra (Imagen 2 bis), pero no la pirita / lípidos / bacterias muestra (imagen 2b) (cuantificación de las imágenes para determinar las densidades de células También se realizó y se presenta a continuación.) Estas imágenes sugieren que la presencia de los lípidos dificulta la interacción de la bacteria con la superficie de pirita. Para apoyar nuestra afirmación de que las bacterias están realmente vinculados a la pirita partículas, las muestras fueron vigorosamente vortexed antes de la imagen (véase la figura 2c y 2d]. Después de este tratamiento, las bacterias fueron agregados siguen presentes, lo que sugiere una fuerte adherencia de los microbios a la superficie de pirita. Creemos que si una bacteria simplemente se asentaron en la pirita durante la preparación de superficie (véase métodos) que se han eliminado de la agitación adicional y lavado.

También es importante abordar la cuestión de la viabilidad de las bacterias bajo condiciones experimentales. Nuestra técnica de coloración de suponer que los cargos tanto de vida y de células muertas, y por lo tanto, nuestra densidad celular debe tomarse como un límite superior. Si bien no podemos distinguir la viables de no viables fracción de las bacterias, podemos afirmar que una parte considerable de las bacterias entran en la primera categoría, sobre la base de al menos dos observaciones experimentales: 1) la tasa de oxidación de pirita es mucho mayor de la presencia de bacterias (Tabla 1 y Figura 1] y 2] la superficie y la solución de células comunidad poblaciones aumentan con el tiempo para los lípidos libres de circunstancia (Figura 3 y 4, infra).

La Figura 3 muestra la distribución de A. ferrooxidans densidad entre la superficie y la solución obligada fracción como una función de tiempo para que las bacterias / lípidos / pirita sistema. Independiente de conjuntos de datos para las dos carreras experimentales se muestran, y aparte de las diferencias en la densidad inicial de la célula en el momento-cero, los datos de ambos experimentos revelan tendencias similares. Después de una ligera disminución de la densidad bacteriana en las bacterias / lípidos / pirita durante el tratamiento inicial de 5 días (más evidente en la Figura 3b], hay un aumento en la solución de concentración de bacterias y una disminución de la superficie determinada fracción (Figura 3a y 3b]. Atribuimos el descenso inicial de bacterias en solución a la falta de sustrato (los tratamientos se prepararon en agua DI) necesarios para apoyar el crecimiento bacteriano durante las primeras etapas del experimento. Presumiblemente, hay sin residual (es decir, libre de lípidos) pirita presente y su disolución al comienzo del experimento comienza a proporcionar los nutrientes para las bacterias de modo que un crecimiento neto que se puede lograr después de los 5 días de plazo. Esta observación experimental es también la razón por la cual el cuadro 1 se recoge la tasa de oxidación de datos para el último período de 10 días de cada experimento. En contraste, la superficie obligado fracción de las bacterias muestra una disminución resolver experimentalmente entre el 5 y 20 días cuando los lípidos está presente.

Figura 4a y 4b muestran mediciones de la densidad bacteriana de las bacterias / pirita sistema (no de lípidos). Una vez más independiente de dos conjuntos de datos experimentales se muestran. Si bien la densidad de la solución de bacterias en la pirita y lípidos / pirita sistema es similar [comparar la figura 4b (Exp. 1) a la Figura 3b (Exp. 1)], la densidad bacteriana en la superficie de los lípidos libres de pirita después de 20 días es más que un factor de 10 mayor que la de los lípidos / pirita sistema [comparar la figura 4 bis (Exp. 1) a la Figura 3 bis (Exp. 1)]. Además, la superficie determinada en la fracción lipídica de libre circunstancia que continúa creciendo durante todo el día 25-experimento, en contraste con la disminución asociada con la recubiertas de lípidos pirita caso. Quizás, lo más revelador observaciones experimentales relacionadas con los datos que se presentan en la Figura 3 y 4 son las siguientes (NB, valores relacionados con el Exp. 1 se utilizan en la siguiente discusión por conveniencia). En primer lugar, la solución de concentración de bacterias en las bacterias / pirita sistema después de 20 días es de aproximadamente un 15% superior al de las bacterias / lípidos / sistema de pirita (4,8 × 10 7 frente al 4,1 × 10 7 células / ml, respectivamente) . En segundo lugar, después de este mismo período, se adjunta la densidad de las células de las bacterias / pirita sistema es más que un orden de magnitud (20 ×) superior a la de las bacterias / lípidos / sistema de pirita (6,4 × 10 5 frente a 2,3 × 10 4 células / cm 2, respectivamente). Por otra parte, la densidad de las células adjunto para el sistema de pirita de lípidos en realidad disminuye durante los 20 días de plazo (de 4,0 × 10 4 a 2,3 × 10 4 células / cm 2), mientras que la superficie de células para la densidad de lípidos sistema libre en más de un período de tres veces mayor (de 1,9 × 10 5 a 6,4 × 10 5 células / ml). Estos datos deben considerarse teniendo en cuenta el tipo de datos recopilados en el cuadro 1, lo que demuestra que la tasa de oxidación de las bacterias / pirita sistema es más que un factor de 4 mayor que la bacteria / lípidos / pirita sistema. Dado que, la solución de concentración de bacterias se encuentra dentro de aproximadamente un 15% para ambos sistemas, es difícil atribuir la diferencia en la tasa de oxidación del todo a las diferencias en la concentración de esta fracción de bacterias. Por el contrario, sostienen que la diferencia en la tasa de oxidación entre las bacterias y lípidos / pirita y bacterias / pirita sistemas deben en gran parte debido a las diferencias en las concentraciones de superficie de las bacterias colonizadas por los dos sistemas. Sólo los lípidos libres de pirita muestra un aumento significativo de la superficie determinada fracción de bacterias, en contraste con la disminución de la concentración de la superficie determinada de lípidos en bacterias / pirita en el transcurso del experimento. Estudios anteriores han demostrado, en general, el mecanismo indirecto para dominar, [3, 13], pero durante las primeras etapas del proceso de oxidación de pirita la contribución relativa de los mecanismo directo puede ser importante [25]. Sospechamos que las tasas de crecimiento de la superficie adjunta y solución fase de bacterias realizados en nuestro estudio (que no son las tasas de crecimiento exponencial) son coherentes con una fase temprana del proceso de oxidación, donde el crecimiento bacteriano en la solución está limitada por la disponibilidad de acuosa Fe 2 + (resultante de la disolución de los minerales de superficie). En general, la importancia de la superficie bacteriana determinada fracción de oxidación de pirita es muy apreciado por la investigación previa. Ya se ha demostrado en investigaciones previas sobre, por ejemplo, bacterias que se adjunta a la pirita superficie tiene importantes efectos sobre el proceso de oxidación, debido en parte a la influencia del microbio en la evolución de los minerales en contacto con las aguas superficiales y solución [7, 26, 27 ].

En un esfuerzo por caracterizar mejor la estructura de la capa de lípidos en pirita, llevamos a cabo experimentos de AFM en la ausencia de bacterias que investigaron la adsorción de la pirita de lípidos en las plaquetas. En contraste con la pirita en polvo, el plano comparativamente las plaquetas son más conducentes a AFM de imágenes. Figura 5 muestra dos imágenes de pirita que han estado expuestos a las 23:2 Dyne solución de lípidos en las concentraciones de lípidos que son similares a las condiciones utilizadas para nuestros estudios de pirita en polvo. Figura 5 bis es un 15 × 15 μ m de exploración y muestra una vez "irregular" la cobertura de lípidos en la superficie, lo que sugiere que en las condiciones utilizadas en nuestros experimentos, algunos de pirita superficie se deja libre de lípidos. Un análisis de la topografía de las características presentes en la imagen que muestra los más altos características ampliar ~ 20 nm por encima de la línea de base en la imagen, pero la mayoría de los lípidos características exposición valores de altura en el rango de 7-16 nm (características como pequeñas como 4 nm están presentes). La altura de referencia en esta imagen, sin embargo, puede ser una capa subyacente de lípidos o la superficie de pirita. Para hacer frente a esta altura cuestión, se presenta la imagen en la Figura 4b que se asocia con una parte diferente de la superficie de pirita, que tiene una menor cobertura de los lípidos, y permite al desnudo pirita superficie que se va a identificar con más certeza. La altura de los lípidos características asociadas con esta imagen van desde unos 4-20 nm, similar a las alturas de las características asociadas con la mayor concentración de lípidos capa exhibidos en la figura 5a.

El mecanismo por el cual los lípidos suprime la reacción de oxidación de pirita parece estar conectado a la formación de una superficie con un recubrimiento hidrófobo bolsillo. La AFM análisis de esta muestra una capa relativamente delgada capa que van de 7 a 16 nm, dentro del error experimental de nuestra medición. Antes de resultados en nuestro laboratorio sugiere que otro phosphocholine lípidos, L-α-fosfatidilcolina, hidrogenado (huevo, pollo), reúne en un bilayer estructura en la superficie de pirita. Esta estructura consistiría en un grupo del fosfato en un phosphocholine headgroup vinculante para los minerales, y un segundo grupo del fosfato en la ampliación de la fase acuosa, lo que deja un interior hidrofóbico. Este modelo anterior se deduce de estudios vibracionales de los lípidos y la interacción de minerales [15], pero más reciente microscopía de fuerza atómica (AFM) los resultados de prestar su apoyo a este modelo [28]. En particular, las imágenes de los lípidos / pirita (plaquetas muestra) de superficie en condiciones similares a los utilizados en el estudio previo (es decir, pirita superficie de coeficiente de concentración de lípidos) consideran que la capa de la altura de lípidos es coherente con lo que cabría esperar para un bilayer, aunque estas estructuras ocupan la superficie junto con gruesa o mulitilayer estructuras [28]. Nuestros resultados de imagen 23:2 Diyne los lípidos en el presente estudio son coherentes la presencia de estructuras bilayer. La cadena de la longitud particular de lípidos utilizados en este estudio es de aproximadamente 3,5 nm. Por lo tanto, un poder de bilayer Se esperaba que alrededor de 7 nm, o dos apilados bilayers sería ~ 14 nm, similar a algunos de nuestros determinado experimentalmente alturas. Ciertamente, un estudio más detallado de la superficie es necesaria para hacer cualquier argumentos concluyentes sobre la existencia de una estructura bilayer. Tal vez, más importante aún, se infiere de nuestra AFM resultados que la pirita en polvo utilizada en nuestro estudio podría también ser cubiertos por una capa de lípidos en condiciones similares. Además, sostienen que este recubrimiento tanto limita la cantidad de adherencia microbiana y la reacción de los oxidantes, como el Fe 3 +, y el agua mineral con la superficie. Por último, los resultados del presente estudio muestran también que el PC 23:2 Diyne estructura es estable en presencia de A. ferrooxidans bajo condiciones experimentales durante al menos un período de 25 días.

Resumen

El importe de la oxidación de pirita en presencia de bacterias y con una capa adsorbida phosphocholine ha sido investigado. La presencia de A. ferrooxidans aumenta enormemente la cantidad de oxidación de pirita en relación con las bacterias libre de sistema. Pretratamiento de pirita con el phosphocholine lípidos reduce su tasa de oxidación en comparación con pirita sin tratar. Al medir la densidad de superficie y obligado solución bacterias se determinó que en virtud de nuestras condiciones experimentales la cantidad de oxidación de pirita es más una función de la superficie de las bacterias colonizadas concentración de la solución bacteriana fracción. Nuestros resultados también muestran que la oxidación de lípidos barrera capas son estables en presencia de A. ferrooxidans durante al menos 25 días bajo condiciones experimentales. Un estudio separado se llevará a cabo para evaluar el destino de la superficie determinada lípidos en la presencia de bacterias heterótrofas.

Agradecimientos

DRS y el MAS estamos muy agradecidos por el apoyo del Departamento de Energía, Ciencias básicas de energía de subvenciones DEFG029ER14644 y DEFG0296ER14633, respectivamente. Esta investigación también fue apoyada por el Centro de Ciencia Ambiental Molecular (CEMS) en Stony Brook que es financiado por la National Science Foundation (CHE-0221934). También reconocemos la asistencia de Mark A. Randa (Universidad de Temple) para ayudar con el cultivo de A. ferrooxidans, y Sudeep Debnath (Universidad de Temple) para ayudar en la obtención de imágenes de la AFM.