Biomagnetic Research and Technology, 2007; 5: 2-2 (más artículos en esta revista)

Proceso de formulación y variables en la preparación de inyectables y magneticos microesferas biodegradables

BioMed Central
Hong Zhao (hongzhao@interchange.ubc.ca) [1], Jeffrey Gagnon (jgagnon@bccrc.ca) [1], Urs O Häfeli (uhafeli@interchange.ubc.ca) [1]
[1] Facultad de Ciencias Farmacéuticas de la Universidad de British Columbia, 2146 East Mall, Vancouver, BC V6T 1Z3, Canadá

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Resumen

El objetivo de este estudio fue preparar biodegradable de liberación sostenida magnetita microesferas de tamaño entre 1 a 2 μ m. Las microesferas con o sin materiales magnéticos fueron preparados por un W / O / W de doble emulsión evaporación de solventes utilizando la técnica de poli (lactide-co-glycolide) (PLGA) biodegradable como la matriz de polímero que forman. Efectos de la fabricación y formulación de variables en el tamaño de las partículas se investigaron con organizaciones no microesferas magnéticas. Microesfera tamaño podría ser controlada por la modificación de la homogeneización de velocidad, PLGA concentración en la fase de petróleo, aceite fase de volumen, disolvente composición, y alcohol de polivinilo (PVA) concentración en la fase de agua exterior. Más influyentes fueron la agitación y la velocidad de todos los parámetros que influyen en la viscosidad cinemática del petróleo y el exterior fase de agua, específicamente el tipo y la concentración de la fase de petróleo. El componente magnético rendimiento homogéneo microesferas magnéticas consistió nanopartículas de magnetita, de 8 nm de diámetro con un estabilizado de polietileno glycole / ácido polyacrylic (PEG / PAA) y un recubrimiento de saturación de magnetización de 47,8 emu / g. No magnéticos y microesferas magnéticas había muy similar tamaño, morfología, tamaño y distribución, tal y como se muestra por microscopía electrónica de barrido. Las condiciones optimizadas dado microesferas con 13,7% el peso de magnetita y un diámetro medio de 1,37 μ m. Estas microesferas biodegradables magnética parece apropiada para la administración vascular seguida de la orientación magnética de drogas.

Fondo

Liberación controlada parenteral nanospheres y microesferas hechas de polímeros biodegradables, tales como poli (lactide-co-glycolide) (PLGA) han sido ampliamente investigados por una variedad de agentes terapéuticos. PLGA polímeros tienen un excelente historial de biocompatibilidad, biodegradabilidad y no inmunogenicidad [1 - 3]. PLGA polímeros también se han utilizado en la preparación de liberación controlada de los sistemas de suministro, como Lupron Depot ® (PAT producto farmacéutico Inc), Zoladex ™ (Zeneca), Decapeptyl ™ (Ipsen Biotech), y Prostap AR ™ (Lederle), todos de las cuales tienen licencia para uso intramuscular en los seres humanos tanto en Europa como en los EE.UU.

Funcionalizado magnética nanospheres y microesferas (MMS) son por lo general formuladas por la encapsulación de nanopartículas magnéticas (por ejemplo, magnetita) en la matriz de polímeros biodegradables y se están utilizando cada vez más para aplicaciones biomédicas incluyendo la entrega de drogas, diagnóstico de imágenes por resonancia magnética (MRI), la separación magnética de células, reparación tisular, hipertermia y magnetofection [4 - 8]. Superparamagnéticas óxido de hierro agentes de contraste han sido aprobados por la FDA para RM. Comercial nanopartículas de óxido de hierro de maghemite (Endorem ® y Resovist ®) se utilizan como agentes de contraste en resonancia magnética para el diagnóstico y la ubicación exacta determinación de cerebro [9, 10] y de infartos cardíacos [11], y para la detección de lesiones del hígado y tumores [12], donde el nanopartículas magnéticas tienden a acumularse en los niveles superiores debido a la diferencia en la composición del tejido y / o procesos de absorción endocytotic. En un estudio clínico, se concluyó que la termoterapia intracraneal utilizando nanopartículas magnéticas pueden aplicarse de manera segura en pacientes con glioblastoma multiforme [13]. La toxicidad de magnetita encapsulados en PLGA no ha sido probado, aunque PLA microesferas que contienen el 10% de magnetita fueron probados en un modelo de rata para el tratamiento del glioblastoma intraespinal de la entrega de radiación local. Después de la inyección de 0,5 mg de microesferas a través de un catéter intratecal, las 12 ratas sobrevivieron durante 15 meses sin aparentes efectos secundarios o la pérdida de peso [14]. Debido a su componente magnético, MMS pueden ser de orientación local aplicado externamente utilizando campos magnéticos. Un enfoque prometedor, por ejemplo, es la inyección intravascular de partículas magnéticas (ferrofluids), vinculado a los agentes anticancerosos que se concentran en el área deseada (por ejemplo, un tumor) por un campo magnético externo [15]. Sería entonces posible para superar los efectos secundarios sistémicos de muchos agentes quimioterápicos.

Hemos tratado de desarrollar biodegradable de liberación sostenida PLGA MMS que podría ser administrado por inyección intravascular y que se sienten atraídos por los campos magnéticos externos a un sitio específico [6]. Por el modo deseado de la administración, el tamaño de los MMS deben ser optimizados. Los MMS tienen que ser más pequeños que los glóbulos rojos y deben ser entregadas a través de los vasos sanguíneos en concentraciones que no embolize (tapar) los capilares. Dado que el diámetro de los vasos sanguíneos más pequeños, los capilares, es típicamente 7-8 μ m [16], con un tamaño de partículas menores de 2 μ m permite la inyección intravascular y también es deseable para intramuscular y subcutánea de administración, minimizando las posibles reacciones irritantes [17]. Sobre la no-fisiológicas lado, el tamaño de las partículas también influye en la eficiencia de carga de los materiales magnéticos que a su vez en las microesferas de MMS y los agentes terapéuticos. Esto es especialmente importante si la eficiencia de carga tiene que ser aprovechado al máximo. En general, cuanto mayor sea el tamaño de partícula, mayor es la eficiencia de encapsulación de drogas y nanopartículas magnéticas, como se puede explicar por el hecho de que el aumento de tamaño se relaciona con una disminución relativa de la superficie, reduciendo así la posibilidad de pérdida de drogas difusión durante el procedimiento de fabricación [17]. Además, las fuerzas magnéticas necesarias para dirigir y localizar los MMS se incrementará sustancialmente con la disminución de tamaño de las partículas, lo que requiere que las microesferas ser suficientemente grandes para permitir el uso de imanes de un tamaño razonable [18].

Nuestro trabajo se centra en el efecto del proceso de formulación y variables en la preparación de microesferas magnéticas PLGA en los límites de tamaño de 1 a 2 μ m. Un par de documentos describen el uso de grandes PLGA MMS de 20-50 μ m [19, 20], mientras que Lee et al. preparado PLGA nanopartículas magnéticas (90-180 nm) de una emulsión de método de difusión después de la estabilización de nanopartículas de óxido de hierro de sodio oleato de sodio y dodecylbenzenesulfonate [21]. Más recientemente, Liu et al. Ha inventado microesferas que contienen 45% en peso de ácido oleico revestido con magnetita utilizando una mezcla de polímeros de PLGA y un diblock copolímero de poli (ácido láctico) y glicol polietileno (PEG-PLA). Ellos utilizan un único método de la emulsión y se cargan la magnetita en la fase de petróleo [22]. A nuestro entender, no hay otros estudios que buscan en los pequeños PLGA MMS de 1-2 μ m. En el ámbito de la no microesferas magnéticas, sin embargo, Muramatsu et al. han preparado uniforme PLGA microesferas de obligar a los polímeros disueltos en cloruro de metileno a través de una membrana de vidrio de tamaño de poro homogénea de unos 1120 nm [23]. Otros dos estudios examinaron la preparación de condiciones PLA, PLGA y PLA-PEG-PLA la incorporación de partículas de ADN, en el rango de tamaño de 200-700 nm [24] y 1-2 μ m [25]. Otro método de preparación de microesferas PLGA es acústico de excitación, lo que resulta en más del 95% de los ámbitos de un diámetro de 1.0-1.5 μ m [26]. Sin embargo, ninguno de estos preparativos que participan la incorporación de materiales magnéticos.

En la presente investigación, no magnéticos y microesferas magnéticas fueron preparados por un W / O / W de doble emulsión y método de la evaporación de disolventes. Efectos de las condiciones de homogeneización (velocidad y tiempo), centro de fase de agua (volumen y concentración de proteínas), aceite de fase (volumen, concentración de polímero en fase de aceite y disolvente composición), exterior fase de agua (estabilizador de concentración) y la velocidad de evaporación en el tamaño de las partículas fueron sistemáticamente investigados. El tamaño optimizado método encontrados durante la preparación de la no-magnético microesferas se aplica luego a la realización de MMS de carga de agua dispersable magnetita recubierto de polietileno glycole / ácido polyacrylic (PEG / PAA) en el centro de fase de agua.

Materiales y métodos
Materiales

PLGA (Lactel ® polímeros biodegradables) con una lactide / glycolide molar ratio de 85:15 con una viscosidad intrínseca de 0,61 dl / g y un promedio de 23.878 MW (medido por cromatografía de exclusión tamaño usando las normas de poliestireno) fue adquirido de Durect Co, EE.UU. alcohol de polivinilo (PVA, 87 ~ 89% de hidrólisis, MO 13000 ~ 23000) y albúmina de suero bovino (BSA) fueron comprados a Sigma. Magnetita recubiertas de PEG / PAA (alrededor de 8 nm de diámetro, como puede verse en la sexta cifra de resultados y discusión en parte) fue donado por la amabilidad de Modificación de Materiales Inc, EE.UU. Diclorometano (DCM) y acetato de etilo (EA) fueron de grado analítico y se compraron de Fisher.

Preparación de microesferas

Microesferas fueron fabricados usando un agua en aceite en agua (w / o / w) de doble emulsión método de la evaporación de disolventes. El método consistió en optimizar la adición de 0,2 ml de un 1 mg / ml BSA solución a una mezcla de 4 ml de DCM y EA en una proporción de 3 a 1, que contiene 200 mg de PLGA. Un primer w / o emulsión fue preparada con homogeneizadora (POLYTRON pt10-35; Kinematica, Lucerna, Suiza) en un baño de hielo a 26000 rpm durante 2,5 min. Quince ml de un 1% PVA solución se vierte directamente en la emulsión primaria y volver a emulsionar con el mismo homogeneizadora en las mismas condiciones de otros 2,5 min. Esta w / o / w emulsión inmediatamente se vierte en un vaso que contiene 85 ml de 1% PVA solución y se agita en una capucha generales en virtud de una hélice de 2 h, lo que permite que el disolvente se evapore. El solidificado microesferas fueron cosechadas por centrifugación a 2500 rpm durante 10 min y se lava con agua destilada tres veces.

El procesamiento de parámetros de homogeneización (velocidad y tiempo), centro de fase de agua (volumen y concentración BSA), aceite de fase (polímero de concentración, volumen, composición disolvente), PVA exterior concentración en fase de agua, evaporación y velocidad fueron variadas. Todos los ensayos se realizaron por triplicado.

Para preparar el MMS, el agua dispersable magnetita con una PEG / PAA recubrimiento se añadió a la Ley de Secreto Bancario que contengan fase de agua interiores. El mismo protocolo utilizado para la no-magnético caso fue seguido.

Microesfera y el análisis de nanopartículas de magnetita

Después de oro-paladio revestimiento, la forma y la morfología superficial de las microesferas y MMS se examinaron usando microscopía electrónica de barrido (SEM) (Hitachi S-4500, Tokio, Japón). Para determinar el tamaño y la morfología de las nanopartículas magnéticas, una gota de una dispersión acuosa de nanopartículas de magnetita se colocó en un formvar recubiertos de cobre microscopía electrónica de transmisión (TEM) de la cuadrícula (150 mallas, Ted Pella Inc Redding, CA) y que se les permita aire seco.

El potencial zeta de las nanopartículas de magnetita se determinó en un Zetasizer (Malvern Instruments, Malvern, Reino Unido) y sus propiedades magnéticas en un magnetómetro de muestra vibrante (VSM) (Modelo 155, Princeton Investigación Aplicada).

Las microesferas son de tamaño por difracción láser utilizando un Mastersizer 2000 y la dispersión de la unidad Hydro MU 2000 (Malvern Instruments, Malvern, Reino Unido). El promedio del tamaño de las partículas y la desviación estándar se expresa como el volumen diámetro medio de 3 diferentes lotes de cada microesfera.

Determinación de viscosidad cinemática

La viscosidad cinemática de PLGA en la DCM-EA (3 / 1) y disolvente sistema PVA en el agua de diferentes concentraciones se determinó a través de un tubo capilar viscosímetro (tipo Ubbelohde, Fisher). Este método se basa en la medición de tiempo del flujo de salida de un volumen fijo de muestras líquidas a través de un tubo capilar y luego multiplicando ese tiempo por el viscosímetro constante. Tres determinaciones por muestra se llevaron a cabo a temperatura ambiente y el valor medio y desviación estándar se calculó.

Resultados y Discusión

Microencapsulación varios métodos, tales como la separación de las fases de secado spray-emulsión y evaporación de solventes métodos (o / w [21], w / o / w [25], w / o / o [27]], se han desarrollado para la microencapsulación de una amplia variedad de drogas [28]. Entre ellos, el agua en aceite en agua (w / o / w) de doble emulsión evaporación de solventes método es probablemente el más utilizado y ha demostrado ser la más ventajosa única emulsión método de la evaporación de disolventes para la encapsulación de agua altamente compuestos solubles [29, 30]. En el w / o / w proceso, el agua o el agua dissolvable dispersable componentes, tales como las proteínas y péptidos, y otros aditivos son disueltos o dispersos en una solución acuosa, que luego se emulsionar en un solvente orgánico que contiene la disolución PLGA. Esta emulsión primaria (w / o) se dispersa en una segunda fase acuosa que contiene un emulsionante adecuado y forma una doble emulsión (w / o / w). Sólidos microesferas se recogen tras la eliminación completa de la fase orgánica volátil. Todo el procesamiento y la formulación de factores deben ser controlados, ya que influyen en la estabilidad de la emulsión y, finalmente, el tamaño de partícula, morfología superficial, la eficiencia de carga y despacho patrón de las microesferas [31, 32]. En el siguiente texto, la influencia de estos parámetros en hacer pequeñas microesferas PLGA se discutirá en detalle.

Influencia de la velocidad en la homogeneización de microesferas tamaño

De acuerdo a la literatura, el efecto de la homogeneización de velocidad en el tamaño y la forma de microesferas no es coherente [21, 27, 33, 34]. En la mayoría de los casos, sin embargo, el tamaño de las partículas disminuye al aumentar la velocidad de homogeneización. En el presente estudio, una disminución drástica del tamaño de microesferas de 3,11 a 1,26 μ m cuando se produjo la homogeneización de velocidad en la enseñanza primaria w / o final y w / o / w emulsión aumentó de 11000 a 30000 rpm (Figura 1A].

A medida que la velocidad aumenta la homogeneización, la cizalla y el estrés aumenta el equilibrio establecido entre el estrés tangencial a la gota interfaz afectados por la homogeneizadora y interfacial tensión va a ser alterada. Cuanto mayor sea tangencial de estrés lleva a una reducción de tamaño de gota, mientras que la homogeneización afecta a la velocidad relativa de viscosidad de la emulsión. Normalmente, la reducción de viscosidad a mayor velocidad de rotación es el responsable de una disminución en el tamaño de las partículas [21]. Si bien la homogeneización de velocidad resultó ser el factor dominante para el dimensionamiento de las microesferas, la homogeneización veces, por lo menos en la homogeneización de alta velocidad de 26000 revoluciones por minuto (Figura 1B] no cambió de forma significativa el tamaño final de microesferas.

Influencia de la fase interna de agua en tamaño de microesferas

Un centro de fase de agua aumento de volumen de 0,2 a 0,4 ml dio lugar a un pequeño aumento de tamaño de microesferas de 1,34 a 1,51 μ m (Figura 2A]. Sin embargo, lo que aumentaría el interior fase volumen de agua de 0,4 a 0,8 ml mostró sólo cambios de tamaño insignificante. Estos resultados son diferentes de las indicadas por Crotts et al., Que puso de manifiesto que el centro de fase de volumen de agua tuvo un efecto significativo sobre el tamaño final de microesferas [30]. Por el contrario, sus partículas son mucho mayores entre 20 ~ 300 μ m. Un gran volumen de agua interior es especialmente importante cuando grandes cantidades de hidrófilo proteínas, péptidos, agua o dispersable componentes, tales como el materiales magnéticos aplicados en este estudio deben ser encapsulada.

El efecto del contenido de proteínas, aquí BSA, en la fase primaria de agua en tamaño de microesferas se muestra en la Figura 2B. El tamaño aumentado de 1,34 a 1,71 μ m con la concentración de BSA aumento de 1 a 125 mg / ml, pero parece haber alcanzado un máximo en esta concentración, como nuevos aumentos a 250 mg / ml, no mostró cambios significativos. Proteínas debe mantener intacta su estructura tridimensional y su integridad química durante el proceso de encapsulación para permitir la entrega de la proteína nativa a la administración. Preparación de PLGA microesferas pueden causar degradación física y química de la a-ser-encapsulado de proteínas, por lo que la formulación de potentes proteínas terapéuticas en microesferas a menudo requiere la utilización de una proteína transportadora, como diluyente, agente de protección y mejora de la eficiencia de encapsulación. Varios métodos de estabilización se han intentado con éxito variable. Estos métodos incluyen aumentar al máximo la concentración de proteínas en solución, añadiendo un metal (por ejemplo, zinc), añadir una proteína transportadora (por ejemplo, albúmina), añadiendo una pequeña osmolyte como trehalosa o manitol, o la adición de un gelificante como la gelatina, carboximetilcelulosa celulosa de sodio, goma arábiga, o alginato de sodio [25, 35 - 37]. En algunos procesos de fabricación, la adición de albúmina con ayuda en la protección de los factores de crecimiento de desnaturalización en disolventes orgánicos [38, 39]. Nuestros resultados indican que BSA tiene el potencial de estabilizar otras proteínas o péptidos drogas sin cambios significativos en el tamaño y la distribución del tamaño de las microesferas.

Influencia de la fase de petróleo en microesferas tamaño

La concentración de polímero en la fase de petróleo afecta a la microesfera tamaño y la eficiencia de carga así como los perfiles de liberación de agentes farmacológicos activos. Hemos encontrado que el tamaño de las microesferas aumentó de 1,16 a 1,74 μ m con un aumento en la concentración de PLGA de 2,5 a 7,5% (w / v) en la fase de petróleo (Figura 3A]. Estos resultados concuerdan con los resultados anteriores utilizando un método similar para la preparación de nanospheres del tamaño de 120-180 nm [17, 21], las microesferas de tamaño 1-3 μ m [25], las microesferas del tamaño de 20-50 μ m [40], e incluso más grandes microesferas del tamaño de 30-210 μ m [41]. El aumento de las concentraciones de PLGA paralelos aumentar la viscosidad del polímero disuelto en el DCM-EA (3 / 1) mezcla (Figura 3A]. Cuanto más alta es la viscosidad del aceite fase, la más alta las fuerzas que deben superar para formar partículas finas. Polímeros de alta viscosidad soluciones se han notificado a producir microesferas con un denso núcleo, lo que a su vez muestran disminución de la proteína ráfaga inicial de liberación [42]. Por otra parte, la viscosidad de la solución de polímeros de microesferas afecta a otras propiedades como el contenido de drogas, superficie específica, porosidad y, debido a su efecto sobre la tasa de extracción por solvente. La viscosidad es la caracterización de este modo una parte importante del proceso de desarrollo de microesferas [43].

El efecto del petróleo en fase de volumen microesfera tamaño fue estudiado por el mantenimiento de la cantidad de PLGA constante y aumentar el volumen de la fase de aceite de 3,0 a 6,0 ml. El tamaño de las microesferas se redujo de 1,78 a 1,21 μ m (Figura 3B]. Esto puede deberse al hecho de que un aumento en el volumen de la fase de petróleo genera un aceite menos viscoso fase, a partir de la cual gotas de romper con mayor facilidad en pequeñas gotas, generando así más pequeñas microesferas.

La eficiencia de encapsulación y las propiedades físico-químicas de las microesferas dependerá en gran medida de las interacciones entre el polímero, las drogas y el disolvente. La composición del disolvente, incluida la DCM y EA utiliza aquí, afectan el tamaño, morfología y la liberación in vitro perfiles debido a la velocidad de precipitación del polímero en el polímero / disolvente interfaz [19]. Durante la preparación de microesferas, las moléculas de proteína están expuestos a factores desfavorables. Disolventes orgánicos puede causar agregación y desestabilizar el alto grado de estructura de moléculas de proteínas. Se ha informado de que la adición de menos tóxicos EA puede resultar en un aumento de la glucosa oxidasa actividad en PLA-PEG microesferas, lo que sugiere que EA es un disolvente más adecuado para preservar la actividad de proteínas durante la preparación de microesferas que DCM [37]. Por estas razones, hemos investigado diversos ratios de volumen de DCM a EA en la fase de petróleo. El tamaño de microesferas un aumento lineal de 0,78 a 1,56 μ m cuando el porcentaje de DCM en la mezcla aumentó de 25 a 100% (Figura 4]. Esto puede deberse a la lenta precipitación del polímero en la superficie de partículas desde DCM es menos soluble en agua y, por tanto, se difunde más lentamente que en EA en torno a la fase de agua [44]. Sin embargo, cuando EA puro fue utilizado como el petróleo fase una gran desviación estándar se obtiene (Figura 4]. Presaturating la fase de agua interiores con EA, lo que se esperaba para permitir una mayor preparación de la emulsión se define, no mejoró la distribución del tamaño (no se muestra). Muchas de las microesferas son distorsionadas y forma oval. Esto podría ser debido a una precipitación mucho más rápido tiempo de los polímeros en el polímero / disolvente interfaz de EA debido a la menor punto de ebullición y mayor solubilidad en agua (alrededor del 10%). Por lo tanto, la composición del disolvente juega un papel fundamental en la formación de las microesferas y afecta a la solidificación del tiempo y el tamaño de las microesferas [27].

Influencia de la concentración de PVA y la velocidad de evaporación en el tamaño de microesferas

Una amplia gama de sustancias, como PVA, metil celulosa, monooleato de sorbitán (se extiende), alginato de sodio, gelatina, y dodecyl sulfato de sodio, se han utilizado para la estabilización de microesferas poliméricas producida por la evaporación de solventes emulsión técnicas [29, 45, 46 ]. En este estudio, PVA fue utilizado como estabilizador y el agente emulsionante. Cuando la concentración de PVA se varió entre 0,5 y 2% (w / v), la microesfera tamaño disminuyó (Figura 5A]. El efecto fue probablemente debido principalmente al aumento de la viscosidad de la solución de PVA (Figura 5A]. Durante la formación de la emulsión, las gotitas obtener más pequeño bajo la fuerte tensión de cizalla, mientras que las gotas tienden a unirse de nuevo a reducir su superficie la energía. La presencia de moléculas de surfactante puede estabilizar la emulsión de formar una capa protectora alrededor de las gotitas de ese modo coalescencia de gotas y la coagulación. Importante propiedades del agente emulsionante para una óptima estabilización de las gotitas durante la microencapsulación son a) una superficie de alta actividad (interfacial tensión <10 dyn / cm), b) una alta viscosidad en la fase externa, c) una adecuada carga eléctrica, y d) la existencia de una película adsorbida en la superficie gota [47]. Un buen ejemplo de elección de estas propiedades se da correctamente por Lin et al. que informó de que un 1% PVA solución baja tensión hacia las interfaces de DCM ~ 1,8 dyn / cm y formó un multimolecular película, lo que resulta en una mejor uniformidad de microesferas [46].

El estabilizador de PVA también debe estar presente durante la última gota proceso de endurecimiento, la extracción por solvente y la evaporación paso con el fin de garantizar una estrecha distribución de tamaño. La velocidad de agitación en este punto, sin embargo, no parece afectar el tamaño final de microesferas (Figura 5B].

Comparación de no-magnéticos y microesferas magnéticas

Desde todas las optimizaciones se han realizado en vacío PLGA microesferas, que necesitábamos para investigar si la adición de la componente magnética altera el tamaño y la distribución del tamaño de la final MMS. A tal efecto hemos preparado MMS añadiendo el agua dispersable nanopartículas de magnetita se muestra en la Figura 6A a la fase de agua interiores. Estos magnetita (Fe 3 O 4) las partículas son de tamaño relativamente homogéneo, con un promedio de diámetro de 8 nm. La curva de magnetización en la figura 6B muestra que las nanopartículas medido como el aire del polvo se superparamagnéticas y había una saturación de la magnetización 47,8 emu / g. Para contrarrestar las interacciones hidrofóbicas entre las partículas, incluyendo aglomeración, la formación de grandes agrupaciones, y un fuerte dipolo magnético-dipolo y lugares de interés para estabilizar las nanopartículas de magnetita, su superficie estaba recubierta con un 6% PEG / PAA. Este revestimiento de las nanopartículas dio un potencial zeta de -34,1 mV y probablemente ayudó a la estabilización de la suspensión y en la incorporación de nanopartículas en la microesfera matriz.

El uso de la optimizado encontrado condiciones para la no-microesferas magnéticas, magnetita se prepararon microesferas que contenían 13,7% de peso de las nanopartículas de magnetita. Con 50 anuncios tamaño de 1,37 μ m, MMS estos fueron estadísticamente indistinguible de la no-magnético con microesferas ad 50 de 1,23 μ m. Su tamaño distribuciones dado en la Figura 7 también son muy estrechas y angostas como sea necesario para las futuras aplicaciones en vivo. SEM imágenes (Figura 8] confirman que el tamaño y la morfología superficial de las microesferas no han sido modificados mediante la adición de magnetita para la formulación. En combinación con la información de TEM imágenes, es posible confirmar que las nanopartículas magnéticas y se encuentran dispersas en el interior de la MMS (Figura 9B]. Por otra parte, los bordes visto por TEM no se ven en el SEM, lo que significa que las nanopartículas magnéticas se insertan así de las microesferas "matriz de material PLGA.

Conclusión

Nuestros experimentos mostraron que el tamaño de PLGA microesferas biodegradables se pueden controlar mediante la modificación del proceso y la formulación de variables, en particular, la agitación y la velocidad de los parámetros que influyen en la viscosidad cinemática de la fase de petróleo y exterior fase de agua, tales como el tipo y la concentración de la fase de petróleo. Además, la preparación de microesferas magnéticas PLGA utilizando el mismo optimizado condiciones dado muy similar en cuanto a las microesferas de tamaño, la distribución del tamaño de la superficie y estructura. Es importante, sin embargo, que el componente magnético se estabilice y se mezcla bien con la fase a la que se añade. El uso de nanomagnetite partículas recubiertas con PAA / PEG cumplido con estas condiciones y no parece cambiar el final de microesferas propiedades en absoluto. Tal MMS de 1 ~ 2 μ m tienen el potencial para servir como puesto en libertad controlada de medicamentos para los transportistas intravascular aplicaciones, específicamente para la orientación magnética de los diferentes agentes terapéuticos con la ayuda de campos magnéticos externos [6]. A pesar de que la encapsulación de drogas farmacológicamente activas en el PLGA MMS no se investigó en este estudio, se espera que muy potente péptido o proteína de drogas que requieren de dosificación en la nano-y las cantidades microgramos influirá en el tamaño y la distribución del tamaño de la final sólo en microesferas un menor de edad. Esto se basa en el hecho de que la encapsulación de proteínas de la BSA en una amplia gama de concentración de no alterar el tamaño de las microesferas de final en este estudio.

Declaración de Conflicto de intereses

Los autores declaran que no tienen intereses en conflicto.

Autores de las contribuciones

Todos los autores contribuyeron igualmente al papel.

Agradecimientos

Agradecemos la financiación de los Institutos Canadienses de Investigación en Salud para la concesión RP-74597. También damos las gracias a Lydia Cartar para la prueba de lectura.